小鼠结肠粘膜上皮细胞培养过程中防止污染的操作规程!
(2025-10-22 15:27:10)
标签:
知识技术操作规程 |
分类: 细胞 |
小鼠结肠粘膜上皮细胞培养中,污染是导致实验失败的主要原因之一(尤其是原代培养,组织来源复杂且操作步骤多)。需从取材、试剂、操作、环境等全流程采取严格防控措施,具体如下:
一、取材阶段:源头控制污染
1、动物预处理
选择无特定病原体(SPF 级)小鼠,避免携带隐性感染(如肠道细菌、病毒)。处死前可通过饮水或腹腔注射抗生素(如青霉素)预处理 1-2 天,降低肠道内源性细菌负荷。
无菌取材操作:
小鼠处死后,用 75% 酒精全身擦拭消毒,在超净工作台内解剖,避免接触非无菌区域(如皮毛、工作台边缘)。
取出结肠后,立即放入预冷的含高浓度双抗的 PBS(青霉素 + 链霉素终浓度各 200 U/mL,常规浓度的 2-4 倍)中,反复冲洗肠腔至无粪便残留(粪便含大量细菌,是污染主要源头)。
剥离粘膜层时,若发现肠壁充血、化脓等异常,直接丢弃该组织,避免污染扩散。
2、组织处理的无菌性
所有接触组织的器械(剪刀、镊子、培养皿)需经高压灭菌或一次性无菌耗材,使用前用 75% 酒精擦拭并在酒精灯火焰旁冷却(避免高温损伤组织)。
粘膜组织剪碎后,可先用含抗生素的 PBS 浸泡 10 分钟,进一步减少表面污染。
二、试剂与耗材:确保无菌且无毒性
1、试剂制备与储存
所有试剂(培养基、酶、PBS、血清等)需严格无菌处理:
培养基、PBS 等通过 0.22 μm 滤膜过滤除菌(避免高压灭菌破坏成分);酶类(如胰蛋白酶、胶原酶)可分装后 - 20冻存,避免反复冻融导致活性下降和污染风险增加。
胎牛血清(FBS)需筛选批次,优先选择经无菌检测(如支原体、细菌)的产品,必要时可 56灭活 30 分钟(破坏补体,减少潜在污染,但可能降低生长因子活性,需权衡)。
试剂储存:避免在室温下久放,开封后的培养基 4保存不超过 2 周,添加生长因子的完全培养基建议 2-3 天内用完。
2、耗材选择与处理
选用无菌包装的一次性耗材(培养皿、离心管、移液枪头),开封前检查包装完整性,避免使用破损包装的耗材。
重复使用的器械(如剪刀、镊子)需彻底清洗后,高压蒸汽灭菌(121,30 分钟),冷却后在超净台内开封使用。
三、操作过程:严格无菌操作规范
1、超净工作台管理
操作前 30 分钟开启超净台紫外灯消毒,关闭后通风 10 分钟(避免紫外残留损伤细胞);用 75% 酒精擦拭工作台面、移液器及手臂(戴无菌手套后)。
操作时,试剂瓶、培养皿等开口需朝向酒精灯火焰旁(形成无菌区),避免瓶口接触非无菌表面;移液时避免产生气泡(气泡破裂可能带入污染物)。
2、消化与离心环节
酶解体系需在无菌条件下配制,消化过程中每隔 5-10 分钟观察细胞状态,避免长时间暴露在超净台外。
离心时,离心管盖需拧紧,离心结束后用 75% 酒精擦拭管外壁再放入超净台,打开盖子时避免手指接触管口。
3、避免交叉污染
不同样本(如正常与病变组织细胞)需分开操作,更换样本时彻底消毒工作台和移液器,更换手套。
废弃液体(如消化废液)需倒入含消毒液(如 84 消毒液)的专用容器,废弃耗材(如污染的培养皿)需密封后按医疗废物处理。
四、培养环境:定期监测与维护
1、培养箱管理
每周用 75% 酒精擦拭培养箱内壁、隔板,定期更换培养箱内的水盘(使用无菌水,避免霉菌滋生)。
监测 CO浓度和温度:每日观察培养箱参数,若发现异常(如温度波动、CO泄漏),立即转移细胞至备用培养箱,排查故障。
2、细胞状态监测
每日镜检细胞:若发现培养基浑浊(细菌污染呈云雾状、pH 骤降变黄)、出现白色 / 黑色絮状物(真菌污染)或颗粒沉淀,立即判断污染类型并处理:
轻度污染(早期):可尝试用高浓度双抗(如青霉素 + 链霉素各 500 U/mL)处理,但原代细胞对药物敏感,效果有限,建议优先丢弃。
严重污染:立即将污染培养皿密封,移出培养箱,避免污染扩散;彻底消毒培养箱及周边环境。
五、应急处理:污染扩散的防控
若发生大规模污染(如多个样本同时污染),需停止所有操作,排查污染源(如试剂、耗材、培养箱),对所有可能污染的物品彻底消毒或更换。
操作人员若接触污染样本,需立即用 75% 酒精消毒接触部位,避免实验室人员感染(尤其注意人畜共患病原菌)。
六、总结
防止污染的核心是“全程无菌 + 源头控制”:从动物取材的严格消毒,到试剂耗材的无菌验证,再到操作过程的规范细致,每一步都需谨慎。原代结肠上皮细胞本身脆弱,一旦污染很难挽救,因此“预防”比“处理”更重要,需建立标准化操作流程并严格执行。
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