一.磷酸钙转染技术

　　(1)磷酸钙转染的基本步骤
　　最初是由F.L.Graham等人于1973年创立的。基本操作过程包括：
　　①将待转染的外源DNA同CaCl2混合制成CaCl2-DNA溶液；
　　②在不断搅拌过程中，逐滴缓缓地加入到Hepes-磷酸钙溶液中去，形成一种磷酸钙-DNA共沉淀；
　　③然后用吸管仔细转移共沉淀物，使之粘附到培养的哺乳动物单层细胞表面，就会迅速地被细胞所捕获。
保温几小时后，将细胞洗净，并更换新鲜的培养液，继续培养至最终实现外源DNA的高水平表达。
　　(2)影响磷酸钙转染效率的因素
　　影响磷酸钙转染效率的主要因素有：DNA-磷酸钙共沉淀物中DNA的数量，共沉淀物与细胞接触的保温时间，以及甘油或DMSO等促进因子作用的持续时间等。磷酸钙转染的最适条件列于。
　　一般说来，在磷酸钙转染实验中要使用高浓度的DNA(1～50ug/ml)。DNA磷酸钙共沉淀物同细胞接触的最适保温时间，因细胞的类型而异。促进因子通常是在DNA-磷酸钙共沉淀物被细胞吸收4～8小时之后再加入。实验中使用的促进因子的最有效浓度、最适的持续作用时间以及在细胞转染之后加入的最佳时期，对于每种促进因子和每种细胞系而言，都必须重新测定。示出了DMSO对于完整HSV DNA感染性的典型效应。

　二 .DEAE-葡聚糖转染技术
　

　　二乙氨乙基葡聚糖(diethyl-aminoethyl-dextran)，简称DEAE-葡聚糖，是一种高分子量的多聚阳离子试剂，能促进哺乳动物细胞捕获外源的DNA，实现瞬时的有效表达。
　　(1)DEAE-葡聚糖转染的一般程序
　　DEAE-葡聚糖转染主要有两种不同的方式。一种方式是先使病毒的DNA直接同DEAE-葡聚糖混合，形成了DNA/DEAE葡聚糖复合物后，再用来处理受体细胞；另一种是受体细胞先用DEAE-葡聚糖溶液作预处理，然后再用来与转染的DNA接触。在这两种转染方式中，受体细胞在用DNA或DNA/DEAE葡聚糖复合物处理前，都要先用等渗溶液漂洗，除去培养液中的血清成分。
　　(2)DEAE-葡聚糖转染的可能机理及影响因素
　　关于DEAE-葡聚糖促使哺乳动物细胞捕获外源DNA的分子机理，迄今仍不十分清楚。一种认为DEAE-葡聚糖同DNA结合成复合物，可以保护DNA免受核酸酶的降解作用；另一种则认为DEAE-葡聚糖可以同细胞膜发生作用，从而使DNA能够容易地穿过细胞表面而进入细胞内部。
　　影响DEAE-葡聚糖的转染效率的主要因素：细胞的数量、DNA的浓度和DEAE-葡聚糖的浓度最为重要。大体说来，按每个直径10cm的培养皿中加入 1～10ug的转染DNA，并使用每毫升培养基含100～400ug DEAE-葡聚糖的溶液，对于绝大多数类型的细胞，都能得到很好的转染效率。由于DEAE-葡聚糖对有些细胞具有毒性，因此用低浓度溶液作短时间的接触反应可能较为合适。
　　(3)DEAE-葡聚糖转染法的评价
　　DEAE-葡聚糖转染法技术具有方法简单、重复性高、特别适用于研究基因瞬时表达(transient expression)实验，以及其转染效率高于磷酸钙法等优点。
　　所谓基因的瞬时表达，是指在DNA进入细胞后迅速发生的反应，因此可作为一种有用的基因分析系统。DEAE-葡聚糖转染的细胞往往可以获得高水平的表达，利于基因瞬时表达(transient expression)实验。

　三 .聚阳离子-DMSO转染技术

　　磷酸钙转染技术十分有效而且易于重复，但最适转染条件的范围比较窄，为此又发展出了一种技术条件并不十分苛刻的聚阳离子-DMSO的转染技术。这种实验程序主要包括两个步骤：先用聚阳离子 Polybrene(Abbott公司出品的一种聚溴化季铵阳离子的商品名)处理，增加DNA对细胞表面的吸附能力；然后再用 25%～30%的 DMSO短暂处理细胞以增加膜的通透性，提高对DNA的捕获数量。按此法测定反转录病毒DNA的转化效率，结果是同DNA的加入量成正比，而且不需要加运载DNA(carrier DNA)就可得到稳定的转化。聚阳离子-DMSO转染技术的通用性尚未验证，但已知可适用于鸡胚细胞和小鼠成纤维细胞的转化。

　四 .基因显微注射技术

　　 应用玻璃显微注射器，可以把重组DNA直接注射到哺乳动物细胞的细胞质或细胞核。通常根据DNA注射的不同方式，可以把显微注射分为：
　　（1）真正的显微注射(true microinjection)法，DNA是由注射针直接注入细胞。
　　（2）“穿刺”(pricking)导入法，DNA是处在细胞周围培养基中，它通过穿刺形成的小孔进入细胞的内部，或是随穿刺的针头一道进入的。
　　用显微注射法转移基因的效率明显地超出其它方法。显微注射用的受体细胞，多数是沿培养皿贴壁生长的单层细胞。
　

　五.电穿孔DNA转移技术

　　电穿孔(electroporation)是指在高压电脉冲的作用下使细胞膜上出现微小的孔洞。从而导致不同细胞之间的原生质膜发生融合作用的细胞生物学过程。几乎所有类型的细胞，包括植物的原生质体、动物的初生细胞，以及不能用其它方法(诸如磷酸钙或DEAE-葡聚糖法)转染的细胞，都可以成功地使用电穿孔技术进行基因转移。此项技术具有操作简便，基因转移效率高等优点。
　　（1）基本原理
　　在高压电场的作用下，细胞膜因发生临时性破裂所形成的微孔，足以使大分子以及像ATP这样的小分子从外界进入细胞内部，或是反向流出细胞。细胞膜上微孔的关闭是一种天然衰减的过程，在0℃下，这种过程会被延缓进行。
　　在微孔开启期间，细胞外环境中的核酸分子便会穿孔而入，并最终进到细胞核内部。具有游离末端的线性DNA分子，易于发生重组，因而更容易整合到寄主染色体，形成永久性的转化子。超盘旋的DNA比较容易被包装进染色质，因此一般说来它对于瞬时基因表达的实验更为有效。
　　（2）操作程序
　　将盛有细胞和 DNA混合液的特制小容器置于电泳冲仪的正负电极之间，在 0 ℃下加高压(2.0～4.0kV)电脉冲 10分钟后，将处理的细胞转移到新鲜培养基中生长 2天，再行筛选。电穿孔之前若用秋水仙酞胺(colcemid)预处理细胞10小时，可提高转化效率3～10倍。
　　(3)影响因素
　　脉冲的最大电压和脉冲持续的时间，是影响电穿孔转染效率的两个主要因素，而与DNA浓度则无多大关系。
电穿孔转染效率主要取决于所用的细胞类型。对于不适合用传统方法转染的细胞，用电穿孔法得到的永久转化的频率约为10-4～10-5之间。

　六 .脂质体载体法
　

　　脂质体(liposomes)是一种人造的脂质小泡(lipid vesicles)，外周是脂双层，内部是水腔。用它作载体可以把外源DNA导入培养的哺乳动物细胞。这种由脂质体介导的使外源DNA导入细胞的方法，叫做脂质体载体法，又叫做脂质转染法(lipofection)。
　　(1)脂质体的制备
　　制备脂质体的方法主要有如下两种。头一种是将适宜的脂质悬浮在液体介质中，然后迅速地振荡，使之形成大小相当一致的脂质体；另一种是用小型的注射针头，将脂质注射到酒精水溶液中，并快速混匀。
　　(2)脂质转染法
　　以脂质体为媒介的外源DNA导入受体的方法，叫做脂质转染法。
　　第一种常用的脂质转染法是，将外源DNA与阳离子型的脂质体混合形成DNA-脂质复合物(DNA-lipid complex)。这种复合物可有效地被受体细胞捕获，实现基因的高频率转移，故这种方法又叫做DNA-脂质复合物转染法。在这个过程中，DNA并不是被包装在脂质体的内部，而是通过两者之间的静电引力作用结合在一起的。
　　第二种常用的脂质转染法叫做脂质体载体法。它是将外源DNA包装在脂质体的内部，然后通过脂质体的双层膜同受体细胞膜之间的融合作用，使外源DNA进入细胞质，尔后再进入细胞核，实现基因的表达。
　　(3)脂质体载体法的优越性
　　制备程序比较简单，可以通过多聚碳酸脂滤膜(polycarbonate filter)消毒灭菌，用它包装的 DNA在4℃下可长期保存不失活性，以及毒性低、包装容量大、可保护DNA免受核酸酶的降解作用等等。
除此之外，脂质体法可以用来将外源的蛋白质导入受体细胞，为在活细胞内研究蛋白质的功能提供有用的途径。