表观遗传学作为当前研究热点，染色质免疫沉淀（ChIP）又是表观遗传学最有力的研究工具之一， ChIP能够检测并相对定量体内蛋白质-DNA特异性的相互作用，是很多老师在基金申请和课题设计的常用技术，但大家在操作的时候往往会遇到各种各样的问题，面对繁琐的步骤，分析起来也是无从下手。但是如果大家能提前了解蛋白与DAN相互作用“潜规则”，定能让你的ChIP实验对你“百依百顺”。

      今天和大家揭秘ChIP实验中很重要的步骤--染色质DNA断裂方法的选择：超声or酶解？

      染色质DNA断裂最常用的方法是超声断裂法。Upstate（默克旗下子品牌）推出的第一个商品化的ChIP试剂盒就是用该方法进行的。随着科学技术的不断进步和表观研究的深入，默克的ChIP试剂盒已经发展到第四代，提供适用于不同样本、不同实验的十几款ChIP试剂盒。

下面就是科研者们的血泪换来的实验技巧，力求让超声断裂法的结果更完美。

1. 不建议重复已发表的剪切方案而不进行优化优化。当您的仪器不同于那些方案中所使用的仪器时，尤其如此。

2. 目前有各种超声破碎仪器，水浴和基于探头的。在使用基于探头的超声破碎仪时，选择一个适用于您的样品体积的探头。

3. 在任何情况下，剪切参数都应当根据您的样品体积、细胞密度和细胞类型而优化。

4. 优化应当包括功率设置（超声时间 vs. 间隙时间/休息时间）以及获得长度为200 – 1000 bp的DNA片段所需的剪切循环数，每个优化实验只优化一种参数；

5. 注意时间和功率设置。过度破碎和太高功率设置会损害您用在免疫沉淀步骤中的表位。这将降低您的ChIP信号。

6. 始终保持裂解液冰冷，并间断超声，而不是连续，因为超声处理产生热量，会使染色质变性。

7. 在超声破碎过程中避免气泡。泡沫会导致蛋白质的表面变性，可能使染色质损失在气泡中。为了避免这种情况，一开始设为较低功率，再逐步提高。

8. 在优化条件时，每个超声破碎循环后通过琼脂糖凝胶电泳分析DNA片段的长度。为了获得最佳的大小，您应当开展额外的纯化步骤，以便在电泳前纯化DNA。剪切不足所产生的大的不溶蛋白质NA:RNA复合物可能堵塞琼脂糖凝胶的孔，并延缓电泳过程。通过消化蛋白质、逆转交联、酚:氯仿提取和沉淀来纯化DNA。

9. 探头端应浸没，但不触碰管壁。为了批量制备染色质，我们建议使用15 mL锥形管，其最小体积为0.6 mL（1.2mL更加一致），并使用钳子来确保探头靠近底部但不触碰管壁。在超声处理过程中，管子本身应置于可调整的平台上，浸没在冰浴中。

      

      另一种染色质DNA断裂的方法是酶解法（微球菌核酸酶处理方法），有人认为该方法被比超声法温和，能更好保留染色质完整性和蛋白的抗原表位。确实，如果研究对象是高丰度表达的蛋白，同时它与DNA结合紧密（如组蛋白），那么样本可不需交联，这时可以使用酶解法。然而酶解法也会存在一定的局限性，首先，酶解法操作仍需要超声进行处理。另外，如下几种情况不推荐使用酶解法：

1. 酶解法对于交联固定后的DNA处理效果不如超声法高效，同时酶法在37°C孵育样品可能会导致蛋白表位的降解；

2. 酶切获得的DNA片段相对较短，不适合ChIP-chip，ChIP-Seq实验；

3. 酶法获得的DNA片段相对较短，对于后续样品的PCR扩增和检测带来更多的困难；

4. 酶切消化主要发生在核小体之间，并不是随机消化，对于一些基因如P53并不适合，因为蛋白结合位点位于核小体间的DNA linker序列中；

5. 超声对DNA的裂解是随机的，对于实验重复性高于酶法处理；

6. 部分研究者显示酶切方法不如超声敏感，可能酶法对部分染色质DNA的消化不如超声方法对细胞的裂解更加彻底，因此获得的DNA的量会较超声低一些；

7. 对于表达丰度较低的或与DNA结合不紧密的蛋白，如当前研究最多的转录因子，调控因子等。往往需要用交联试剂将样本（细胞or组织）进行固定，稳定蛋白质和DNA的形态，这时最好选用超声法进行断裂。 

8. 研究蛋白为转录因子是，慎用酶解法。因为有的转录因子较大，DNA结合区域覆盖多个核小体，酶切法会将结合区域打碎。