摘要 
稀有糖是在自然界中存在但含量极少的一类单糖及衍生物,其在膳食、保健、医药等领域中发挥着重要的功能。本文综述了一种稀有糖的生物转化生产策略----Izumoring方法,即利用D-塔格糖3-差向异构酶、醛糖异构酶和多元醇脱氢酶等进行所有单糖及糖醇之间的相互转化;利用该原则,分别构建了己糖类、戊糖类和丁糖类的Izumoring转化策略,并可获得所有稀有糖的酶反应和生物转化生产途径。同时,展望了稀有糖生物转化生产的研究趋势。
关键词  稀有糖 
生物转化  D-塔格糖3-差向异构酶 
醛糖异构酶  多元醇脱氢酶
中图分类号  TS202.1
 
在碳水化合物研究领域中,稀有糖是一类重要的研究内容。国际糖协会(ISRS)对稀有糖的定义为“在自然界中存在但含量极少的一类单糖及其衍生物”[1]。尽管在自然界中含量极少,这些物质却在膳食、保健、医药等领域中发挥着非常重要的功能。例如,木糖醇是一种功能性甜味剂,具有降血糖、改善肝功能、防龋齿、减肥等功能[2];D-塔格糖具有低热量、低吸收、抗龋齿、降血糖、改善肠道菌群及良好的理化性质等优点[3];D-阿洛酮糖是一种低能量、不消化的食糖替代品[4];D-阿洛糖具有抑制活性氧、抑制癌细胞增殖等功能[5];
L-系列糖可以作为各种化学产品、药品的生产原料[6]。
稀有糖在自然界中含量极少,因此人们通常利用化学合成和生物转化方法进行稀有糖的大量生产。在稀有糖的生物催化生产过程中,可以利用丰富廉价的自然资源,如淀粉、木材和乳清等,作为稀有糖生产的起始原料。例如从淀粉中可以大量获得D-葡萄糖;从木材的半纤维质成分中可以获得D-木糖;乳清中富含乳糖,乳糖可以经过水解生成D-葡萄糖和D-半乳糖。以这些来源丰富的单糖为原料,利用微生物发酵和酶反应方法研究各种稀有糖的生物转化和制备正成为食品生物技术研究的热点。日本香川大学稀有糖研究中心Ken
Izumori教授根据近20年的稀有糖生物转化研究,提出了一套完整的适用于所有稀有糖的生物制备策略----Izumoring方法[7],即利用D-塔格糖3-差向异构酶(D-tagatose
3-epimerase, DTE)、醛糖异构酶和多元醇脱氢酶(poly
dehydrogenase,PHD)等进行所有单糖及糖醇之间的相互转化和制备各种稀有糖。
1.己糖类的Izumoring
1.1 己酮糖之间的差向异构转化
在Izumoring策略中,可以利用DTE催化所有己酮糖和戊酮糖在C-3位置的差向异构化反应,生成相应的酮糖[8](图1),例如可以利用DTE实现以下一些反应平衡:D-果糖与D-阿洛酮糖、D-山梨糖与D-塔格糖、L-阿洛酮糖与L-果糖、L-塔格糖与L-山梨糖等。然而,没有合适的生物转化反应将所有八个己酮糖直接联系起来,例如D-阿洛酮糖与D-塔格糖。因此,为了利用酶反应将所有的己酮糖联系起来,还需要其他的生物化学转化。
 
 ![[专业综述]稀有糖的生物转化生产策略:Izumoring方法 [专业综述]稀有糖的生物转化生产策略:Izumoring方法](//simg.sinajs.cn/blog7style/images/common/sg_trans.gif)
图1  
DTE所催化的己酮糖在C3位置的差向异构化反应
Fig. 1  
Reactions of DTE that can link ketohexoses by epimerization at C-3
position
D-阿洛酮糖与D-塔格糖之间的相互转化,需要两个位置的差向异构,C-3与C-4(图2)。如图2所示,D-阿洛酮糖与D-塔格糖之间的相互转化可以通过两步反应完成。首先,利用合适的PDH将D-阿洛酮糖还原为D-阿卓糖醇[9],
D-阿卓糖醇在纸平面旋转180度就等同于D-塔罗糖醇;其次,利用合适的PDH,将D-塔罗糖醇氧化生成D-塔格糖[9]。概括地说,从D-阿洛酮糖生产D-塔格糖,包含一个在D-阿洛酮糖C-2位置的立体选择性还原变成己糖醇,然后经历一个C-5位置的区域选择性氧化变成D-塔格糖。
 ![[专业综述]稀有糖的生物转化生产策略:Izumoring方法 [专业综述]稀有糖的生物转化生产策略:Izumoring方法](//simg.sinajs.cn/blog7style/images/common/sg_trans.gif)
 
图2
  从D-阿洛酮糖到D-塔格糖的生物转化生产过程
Fig. 2   The
process for production of D-tagatose from D-fructose by
biotranformation reactions
1.2 己酮糖与己糖醇之间的互相转化
利用DTE和PDH可以实现所有己酮糖之间的转化,并能实现己酮糖与己糖醇之间的互相转化。概括地说,生物转化的主要步骤为:(1)DTE直接通过C-3位置的差相异构反应将两个己酮糖联系起来;(2)PDH还原己酮糖生成己糖醇,再经过PDH氧化将两个酮糖联系起来。因此,可以将所有8个己酮糖和4个己糖醇联系在一个大的环状结构中(图3)。这个环的组成为:D-果糖→D-阿洛酮糖→D-阿卓糖醇(D-塔罗糖醇)→D-塔格糖→D-山梨糖→D-山梨糖醇(L-葡萄糖醇)→L-果糖→L-阿洛酮糖→L-塔罗糖醇(L-阿卓糖醇)→L-塔格糖→L-山梨糖→L-山梨糖醇(D-葡萄糖醇)→D-果糖(图3)。蒜糖醇(D,L-蒜糖醇)和半乳糖醇(D,L-半乳糖醇)位于己酮糖-己糖醇环中间区域,构成D-阿洛酮糖与L-阿洛酮糖,及D-塔格糖与L-塔格糖之间相应的桥梁。最终,8个己酮糖之间被酶反应与微生物反应互相联系起来。
 ![[专业综述]稀有糖的生物转化生产策略:Izumoring方法 [专业综述]稀有糖的生物转化生产策略:Izumoring方法](//simg.sinajs.cn/blog7style/images/common/sg_trans.gif)
图3 利用DTE和PDH转化形成的己酮糖与己糖醇联系
Fig. 3  
Linkage of all ketohexoses using the D-tagatose 3-epimerase and
polyol dehydrogenases
1.3 所有己酮糖、己醛糖与己糖醇之间的Izumoring
己糖类Izumoring构建原则是将16个己醛糖加入到图3的己酮糖-己糖醇转化环中。其中借助于两种工具酶:(1)醛糖异构酶,能够将己醛糖异构化成相应的己酮糖[10];(2)醛糖还原酶,能够将己醛糖还原成相应的己糖醇[11]。图4给出了所有己糖类物质之间的联系和Izumoring转化策略,包括8个己酮糖、10个己糖醇和16个己醛糖。8个D-构型己醛糖和8个L-构型己醛糖环绕在己酮糖-己糖醇环外,并可借助醛糖异构酶和醛糖还原酶使所有己醛糖相互转化。
在己糖类Izumoring图中,所有的D-系列化合物被划分在右边的D-构型己糖类区域(图4),相对应,所有L-系列化合物被划分在左边的L-构型己糖类区域。四种己糖醇位于中间的D,L-区域,这些己糖类同时拥有D-和L-构型。D-和L-系列的对称点位于Izumoring的中心点,并由不具旋光性的半乳糖醇和蒜糖醇构成,这两个己糖醇是所有Izumoring图中34个化合物中仅有的不具旋光性的化合物。
从这个环状图可以清晰看出,有四个入口可以从自然构型的D-构型己糖类物质进入非自然构型的L-构型己糖类物质。图中四条实线粗箭头指出了己糖醇(属于D,L-构型)入口,包括D-葡萄糖醇(L-山梨糖醇)、半乳糖醇、蒜糖醇和D-山梨糖醇(L-葡萄糖醇),它们的氧化能够生产相应的L-系列己酮糖,再借助其他的工具酶,可实现所有L-系列糖的转化和生产。
Izumoring方法非常清晰地设计了从廉价的D-葡萄糖生产任意的己酮糖、己醛糖和己糖醇的生产途径。例如,从D-葡萄糖生产L-葡萄糖最捷径的方法是通过六步骤的生化转化过程:D-葡萄糖→D-果糖→D-阿洛酮糖→蒜糖醇→L-阿洛酮糖→L-果糖→L-葡萄糖。第一个步骤是由经典的醛糖异构酶—D-木糖异构酶使D-葡萄糖异构化生成D-果糖[12];第二步,由DTE使D-果糖差向异构化生成D-阿洛酮糖[13];第三步,利用PDH将D-阿洛酮糖还原为蒜糖醇[14];第四步,利用PDH将蒜糖醇氧化为L-阿洛酮糖[15];第五步,利用DTE使L-阿洛酮糖差向异构化生成L-果糖[16];最后一步,利用L-鼠李糖异构酶转化L-果糖生成L-葡萄糖[17]。相类似地,可以推导出任意己糖糖类物质的合适生化转化途径。
 ![[专业综述]稀有糖的生物转化生产策略:Izumoring方法 [专业综述]稀有糖的生物转化生产策略:Izumoring方法](//simg.sinajs.cn/blog7style/images/common/sg_trans.gif)
图4
  己糖类Izumoring策略
Fig. 4  
Hexoses Izumoring strategy
2.戊糖类与丁糖类的Izumoring
戊糖类与丁糖类的Izumoring方法设计与己糖类izumoring具有相同的模式(图5)。
戊糖类化合物中含有8个戊醛糖,4个戊酮糖和4个戊糖醇。从D-构型戊糖类到L-构型戊糖类的入口发生在木糖醇(D,L-木糖醇)和核糖醇(D,L-核糖醇),这两种物质也是同时具有D-和L-构型。戊糖类的Izumoring中,D-木糖可以被用作合成所有戊糖类的廉价起始原料。D-木糖还原酶能够还原D-木糖生成木糖醇,该酶首次被Granstrom等[18]从Candida
guilliermondii中纯化获得。研究表明,D-木糖还原酶还能催化D-构型和L-构型的阿拉伯糖、核糖及来苏糖的还原。Bhuiyan等[19]报道了利用微生物和酶反应从核糖醇到L-来苏糖的生物转化制备,即首先利用Acetobacter
acetii发酵核糖醇使其被氧化生成L-核酮糖;L-核酮糖被DTE差向异构化生成L-木酮糖,最后通过L-鼠李糖异构酶转化生成L-来苏糖。
丁糖类的Izumoring包括4个丁醛糖、2个丁酮糖和3个丁糖醇。从D-构型到L-构型的转化的入口为赤藓糖醇,赤藓糖醇也同时具有D-和L-构型。赤藓糖醇是目前用于一种主要甜味剂,应用在低卡路里食品中,如饼干、果冻和酸奶酪等中。Mizanur等[20]利用赤藓糖醇作为一个起始原料生产稀有的并且昂贵的丁醛糖L-赤藓糖。其中,首先利用Gluconobacter
frateurii发酵使赤藓糖醇转化为丁酮糖L-赤藓酮糖,然后利用L-核糖异构酶使L-赤藓酮糖异构化生成L-赤藓糖。Vuolanto等[21]通过研究表明,D-木糖异构酶既能催化丁酮糖与丁醛糖之间的异构化,还能够催化丁醛糖在C-2位置的差向异构化反应,因此D-木糖异构酶能实现所有的不同的D-构型(或L-构型)丁糖间的异构化。
 
 ![[专业综述]稀有糖的生物转化生产策略:Izumoring方法 [专业综述]稀有糖的生物转化生产策略:Izumoring方法](//simg.sinajs.cn/blog7style/images/common/sg_trans.gif)
 
图5
  丁糖类与戊糖类的Izumoring
Fig. 5  
Izumoring for tetrose and pentoses
3.稀有糖生物转化生产的研究趋势
稀有糖的生物催化生产制备需要借助多学科途径,包括发酵技术、分子生物学、酶技术和有机化学等。Izumoring策略给出了所有单糖类物质的相互转化关系和生产途径,以淀粉、半纤维质废品,和乳清等为廉价原材料,获得一些资源丰富的单糖,再依照Izumoring方法选择捷径,借助不同种生物催化剂,大量生产各种稀有糖。将来稀有糖的研究趋势主要是如何提高生物催化剂的催化活力及如何优化生产工艺。
3.1 生物催化剂活力的提高
分子生物学的迅速发展,尤其是葡萄糖异构酶的蛋白质工程的成熟及其在食品工业中广泛应用,促使了其它稀有糖转化酶的发展。通过基因改造以提高酶活力和改善耐热性将成为稀有糖生物转化研究的重点。相信不久的将来,这些酶能像葡萄糖异构酶一样广泛应用在食品、药品工业中,令稀有糖不再“稀有”。L-阿拉伯糖异构酶(L-AI)是首个研究较透彻的稀有糖转化酶,能够催化D-半乳糖生产一种功能性甜味剂----D-塔格糖。Kim等人利用G.
stearothermophilus
L-AI经过定点突变技术,发现A408V和K475N两种单点突变酶能很大程度改善酶与底物的结合能力;并获得一个5个突变点的酶(分别是D228H、D384G、T393S、N428K和K475D),经检测,该突变酶的酶活为突变酶的11倍(该突变酶被命名为Gali152)[22]。该突变酶使得生物转化工业生产D-塔格糖成为了可能。
酶活力的提高通常借助于基因改造获得高活性酶,蛋白质晶体结构为基因改造提供了依据和保证。近两年,L-AI[23]、DTE[24]、L-鼠李糖异构酶[25](催化D-阿洛酮糖生产D-阿洛糖)等的蛋白质晶体结构相继被解析,暗示着稀有糖转化酶的基因改造研究将进入全新的阶段。
3.2 稀有糖生物转化生产工艺的优化
酶的固定化与酶反应器的优化是稀有糖生物转化实现产业化的保证,选择一种合适的固定化方法和酶反应器控制方式会使稀有糖生物转化达到事半功倍的效果。
2001年,韩国首尔国立大学Deok-Kun
Oh研究组[26]首次以琼脂糖为载体,经过CNBr活化,共价结合并固定大肠杆菌L-AI。利用该固定化酶生产D-塔格糖,以半乳糖(50
g/L)为原料,其D-塔格糖的产率为7.4 – 7.7
g/(L·day)。随后,该课题组分别利用硅胶吸附法、海藻酸钠包埋法、微型包囊法、戊二醛交联法等不同固定化方法对各种来源L-AI进行固定研究,使得D-塔格糖转化率不断提高。2003年,该课题组采用海藻糖钠包埋固定化Gali152,利用填充床反应器进行优化生产D-塔格糖,最终D-塔格糖转化速率提高至9.6
g/(L·h)[27]。
利用固定化酶生产稀有糖的研究还包括D-阿洛酮糖[28]、D-阿洛糖[29]、D-山梨糖[30]、L-木糖[31]、L-来苏糖[31]等等。通过酶的固定化及酶反应器连续生产,已经有三种稀有糖具有产业化生产的可能性,分别是D-塔格糖、D-阿洛酮糖、D-阿洛糖。但绝大多数稀有糖的生物转化生产距离产业化还很遥远,这不仅需要高活性优质酶的开发,也要借助于酶固定化方法的创新及酶反应器生产的优化。
稀有糖逐渐被认为在人们膳食与健康中具有重要的功能。其中D-构型稀有糖或糖醇由于具有良好的风味、低卡路里、不易消化、抗龋齿、控制血糖及有利健康等功能,其正被开发利用为功能性糖和传统甜味剂的替代品,如木糖醇、D-塔格糖、D-阿洛酮糖等;L-构型糖缺乏风味,但通常被用作各种化学产品、药品的生产原料和其他用途。稀有糖的生理功能研究将是未来人们研究的热点,随着科技的不断发展,人们的认识逐渐提高,稀有糖的功能将不断被发掘和利用。
 
参考文献
[1]      
The 1st International Symposium of ISRS, Takamatsu, Japan, 2002
[2]      
Milgrom P, Ly K A, Roberts M C, et al. Mutans streptococci dose
response to xylitol chewing gum. J Dent Res, 2006, 85(2):
177-181
[3]      
Nabors L O. Sweet choices: sugar replacements for foods and
beverages. Food Technology, 2002, 56: 28-45
[4]      
Hossain M A, Wakabayashi H, Izuishi K, et al. Improved
microcirculatory effect of D-allose on hepatic ischemia reperfusion
following partial hepatectomy in cirrhotic rat liver. J Biosci
Bioeng, 2006, 101(4): 369-371
[5]      
Murata A, Sekiya K, Watanabe Y, et al. A novel inhibitory effect of
D-allose on production of reactive oxygen species from neutrophils.
J Biosci Bioeng, 2003, 96(1): 89-91
[6]      
Chelain E, Floch O, Czemecki S. New synthesis of L-ribofuranose
from L-xylose. Journal of Carbohydration Chemistry, 1995, 14:
1251-1256
[7]      
Granstrom T B, Takata G, Tokuda M, et al. Izumoring: a novel and
complete strategy for bioproduction of rare sugars. J Biosci
Bioeng, 2004, 97(2): 89-94
[8]      
Kim H J, Hyun E K, Kim Y S, et al. Characterization of an
Agrobacterium tumefaciens D-psicose 3-epimerase that converts
D-fructose to D-psicose. Appl Environ Microbiol, 2006, 72(2):
981-985
[9]      
Sasahara H, Mine M, Izumori K. Production of D-talitol from
D-psicose by Candida famata R28. Journal of Fermentation
Bioengineering, 1998, 85: 84-88
[10]   Pastinen O, Schoemaker
H, Leisola M. Xylose isomerase catalysed novel hexose
epimerization. Biocatalysis and Biotransformation, 1999, 17:
393-400
[11]   Srivastava S, Spite M,
Trent J O, et al. Aldose reductase-catalyzed reduction of aldehyde
phospholipids. J Biol Chem, 2004, 279(51): 53395-53406
[12]   Zhu G P, Xu C, Teng M
K, et al. Increasing the thermostability of D-xylose isomerase by
introduction of a proline into the turn of a random coil. Protein
Eng, 1999, 12(8): 635-638
[13]   Itoh H, Sato T, Izumori
K. Preparation of D-psicose from D-fructose by immobilized
D-tagatose 3-epimerase. Journal of Fermentation Bioengineering,
1995, 80: 101-103
[14]   Takeshita K, Ishida Y,
Takada G, et al. Direct production of allitol from D-fructose by a
coupling reaction using D-tagatose 3-epimerase, ribitol
dehydrogenase and formate dehydrogenase. J Biosci Bioeng, 2000,
90(5): 545-8
[15]   Takeshita K, Shimonishi
T, Izumori K. Production of L-psicose from allitol by
Gluconobacter frateurii IFO 3254. Journal of Fermentation
Bioengineering, 1996, 81: 212-215
[16]   Itoh H, Izumori K.
Enzymatic production of L-tagatose and L-fructose from L-sorbose
and L-psicose, respectively. Journal of Fermentation
Bioengineering, 1996, 81: 351-353
[17]   Leang K, Takada G,
Fukai Y, et al. Novel reactions of L-rhamnose isomerase from
Pseudomonas stutzeri and its relation with D-xylose isomerase via
substrate specificity. Biochim Biophys Acta, 2004, 1674(1):
68-77
[18]   Granstrom T B, Wu X,
Airaksinen U, et al. Candida guilliermondii grows on rare
pentoses ---- implications on production of pure xylitol.
Biotechnology Letters, 2002, 24: 507-510
[19]   Bhuiyan S H, Ahmed Z,
Utamura M, et al. A new method for the production of L-lyxose from
ribitol using micro bial and enzymatic reactions. Journal of
Fermentation Bioengineering, 1998, 86: 513-516
[20]   Mizanur R M, Takeshita
K, Moshino H, et al. Production of L-erythrose via L-erythrulose
from erythritol using microbial and enzymatic reactions. J Biosci
Bioeng, 2001, 92(3): 237-41
[21]   Vuolanto A, Pastinen O,
Schoemaker H, et al. C-2 Epimer formation of tetrose, pentose and
hexose sugars by xylose isomerase. Biocatalysis and
Biotransformation, 2002, 20: 235-240
[22]   Kim P, Yoon S H, Oh D
K, et al. Improvement of tagatose conversion rate by genetic
evolution of thermostable galactose isomerase. Biotechnol Appl
Biochem, 2001, 34: 99-102
[23]   Manjasetty B A, Chance
M R. Crystal structure of Escherichia coli L-arabinose
isomerase (ECAI), the putative target of biological tagatose
production. J Mol Biol, 2006, 360: 297-309
[24]   Kim K, Kim H J, Oh D K,
et al. Crystal structure of D-psicose 3-epimerase from
Agrobacterium tumefaciens and its complex with true
substrate D-fructose: a pivotal role of metal in catalysis, an
active site for the non-phosphorylated substrate, and its
conformational changes. J Mol Biol, 2006, 361: 920-931
[25]   Yoshida H, Yamada M,
Ohyama Y, et al. The structures of L-rhamnose isomerase from
Pseudomonas stutzeri in complexes with L-rhamnose and
D-allose provide insights into broad substrate specificity. J Mol
Biol, 2007, 365: 1506-1516
[26]   Kim P, Yoon S H, Roh H
J, et al. High production of D-tagatose, a potential sugar
substitute, using immobilized L-arabinose isomerase. Biotechnol
Prog, 2001, 17: 208-210
[27]   Kim H J, Ryu S A, Kim
P, et al. A feasible enzymatic process for D-tagatose production by
an immobilized thermostable L-arabinose isomerase in a packed-bed
bioreactor. Biotechnol Prog, 2003, 19: 400-404
[28]   Takeshita K, Suga A,
Takada G, et al. Mass production of D-pcicose from D-fructose by a
continuous bioreactor system using immobilized D-tagatose
3-epimerase. J Biosci Bioeng, 2000, 90: 453-455
[29]   Menavuvu B T, Poonperm
W, Leang K, et al. Efficient biosynthesis of D-allose from
D-psicose by cross-linked recombinant L-rhamnose isomerase:
separation of product by ethanol crystallization. J Biosci Bioeng,
2006, 101: 340-345
[30]   Itoh H, Sato T,
Takeuchi T, et al. Preparation of D-sorbose from D-tagatose by
immobilized D-tagatose 3-epimerase. J Ferment Bioeng, 1995, 79:
184-185
[31]   Granstrom T B, Takata
G, Morimoto K, et al. L-xylose and L-lyxose production from xylitol
using Alcaligenes 701B strain and immobilized L-rhamnose isomerase
enzyme. Enzym Microb Tech, 2005, 36: 976-981